Click Trilha: Expedição Pedagógica no Parque Governador Augusto Franco (Sementeira)

Estudantes do ensino médio acompanhados pelo professor José Bezerra participaram de Oficinas e de visita monitorada onde viram: a Farmácia Viva, o Horto, a Casa de Papel e plantaram mudas de árvores. Veja as fotos no Blog do Projeto Click Trilha: 

http://clicktrilha.blogspot.com.br/  

Biologia e Meio Ambiente: Teoria e prática juntas para enriquecer o aprendizado.

Os Alunos do ensino médio do Colégio Arquidiocesano contam com um laboratório estruturado onde:

Vivenciam o método científico

Exercitam habilidades como cooperação, organização e manipulação de  equipamentos.  

 Desenvolvem experimentos que estimulam a pesquisa e a vocação científica, além de auxiliar também a fixar os assuntos do ENEM. 

Hora do Planeta: Todos no Escuro Contra o Aquecimento Global

"Participe dessa importante mobilização ambiental contra o aquecimento global!", professor José Bezerra 

O que é?

A Hora do Planeta é um ato simbólico, promovido no mundo todo pela Rede WWF, no qual governos, empresas e a população demonstram a sua preocupação com o aquecimento global, apagando as suas luzes durante sessenta minutos.

Quando?

Sábado, dia 31 de março, das 20h30 às 21h30. Apague as luzes para ver um mundo melhor. Hora do Planeta 2012.

Onde?

No mundo todo e na sua cidade, empresa, escola, casa... Em 2011, mais de um bilhão de pessoas em 5250 cidades, em 135 países, apagaram as luzes durante a Hora do Planeta. Em 2012, a mobilização será ainda maior.

Fonte: WWF

INFOGRÁFICO: A água que você usa por dia: 7 887 litros

Esqueça os 2 litros que você deve beber diariamente. A nossa real necessidade de água é (milhares de vezes) maior.

INFOGRÁFICO SOBRE O CONSUMO DE ÁGUA POR DIA. 

Obs.: segundo a Organização das Nações Unidas (ONU), cada pessoa necessita de 110 litros de água por dia para atender às necessidades básicas de consumo e higiene. 

Fontes Companhia de Saneamento Básico do Estado de São Paulo (Sabesp); Organização das Nações Unidas para a Agricultura e Alimentação (FAO); Sistema Nacional de Informações sobre o Saneamento (Snis), do Ministério das Cidades; Plano Nacional de Recursos Hídricos, da Secretaria de Recursos Hídricos do Ministério do Meio Ambiente; Waterwise, Waterneutral e Water Footprint Network (WFN). Ícones Samuel Rodrigues.

Fonte: Superinteressante, André Bernardo, Karin Hueck e Jorge Oliveira.

Prática - 04, parte 1, Tenébrio molitor: Morfologia, identificação científica,o ciclo reprodutivo, a criação em cativeiro, a alimentação, as instalações e manejo

Com o objetivo de estimular os alunos a uma tendência científica, levando-os a concretização de todas as atividades, despertando a consciência de cooperação e responsabilidade, os alunos do ensino médio tiveram aula prática com o professor José Bezerra sobre o inseto Tenébrio molitor. 

Tenébrios são uma fantástica ferramenta para se ensinar assuntos relacionados a biologia dos seres vivos. São higiênicos, inofensivos, e despertam um grande interesse de quem os observa.

Muitos insetos são extremamente importantes para o homem e sem eles a sociedade humana não poderia existir na sua forma presente, pelas suas atividades de polinização, fornecer mel, seda de abelha e outros produtos de valor comercial, que servem como alimento para o homem e outros animais, muitos são utilizados no controle biológico, têm sido úteis em medicina e pesquisa científica, alguns são nocivos ao homem animais, como vetores de doenças e outros são às plantas causando anualmente enormes perdas em colheitas agrícolas e produtos armazenados.

O nome científico do Tenébrio comum é Tenébrio molitor. Ele pertence ao filo dos Artrópodes, classe dos Insetos, ordem Coleóptera e família Tenebrionidae.

Se você observar atentamente as pernas dos artrópodes, verá que elas tem "juntas" ou articulações. Daí o nome artrópodes. É uma palavra que vem do grego, onde arthron significa "articulação" e podos significa "pé". Artrópodes, portanto, é o mesmo que "pés articulados".

Durante o decorrer do ano os estudantes poderão observar todo o ciclo de vida do Tenebrio, e a renovação da colônia. De uma forma didática e interativa os estudantes serão capazes de observar e identificar todas as fases do ciclo de vida do inseto, constatar o crescimento larval, acompanhar a cópula dos besouros e a postura de ovos no substrato.  

Viabilidade de uso na alimentação dos pássaros

O primeiro ponto a ser discutido é a importância das larvas na alimentação dos pássaros.

Podemos assegurar que com a disponibilidade atual de rações e farinhadas, balanceadas para cada espécie de pássaro, as larvas perdem importância pelo seu valor nutricional.

Embora apresentem cerca de 20 % de proteína bruta (média digestibilidade) e 12 % de gordura, sua relação Cácio/fósforo é de 0,04 (133 ppm de C e 3300 ppm de P), inadequada para a alimentação dos pássaros, contribuindo para o desbalanceamento da dieta.

 Sua cultura está muito sujeita ao desenvolvimento de fungos, principalmente Aspergillus flavus e A. Parasiticus causadores de Aspergilose e, indiretamente, de Aflatoxicose.

Em contrapartida, é notório o benefício psicológico que leva aos pássaros. Desperta seus instintos de predadores onívoros. Estimula as fêmeas a se aprontarem para a reprodução e a alimentarem os seus filhotes. Já vimos fêmeas mateiras que não alimentam seus filhotes se não tiverem acesso às larvas.

Ciclo reprodutivo

O Tenébrio Molitor, como todos os besouros, submete-se a uma metamorfose completa, passando pelos estágios de ovo, larva, pupa (ou crisálida) e besouro.

 O ciclo reprodutivo se completa em 6 meses, estando, no entanto, muito sujeito as condições de temperatura, umidade, nutrição e iluminação. São de hábitos noturnos, não suportando a luz solar. Baixas temperaturas poderão retardar ou até mesmo impedir seu desenvolvimento.. A temperatura ideal para o seu desenvolvimento fica entre 28 e 32°.

Quando desejarmos retardar o desenvolvimento das larvas que estejam em um tamanho adequado para fornecimento aos filhotes, bastará resfriar a colônia, mantendo-a em uma temperatura de cerca de 10 °C.

Os besouros apresentam diformismo sexual evidente, estão maduros sexualmente no 10 dia e vivem por cerca de 60 dias.

Uma fêmea pode efetuar a postura de cerca de 300 ovos que aderem às partículas do substrato e eclodem após 15 dias.

Pouco após a eclosão já se pode observar o movimento causado pelas novas larvas no substrato.

A pele (exoesqueleto) é quitinosa e não acompanha o desenvolvimento da larva, sendo substituída por até quinze vezes antes que essa se torne uma pupa, em um processo chamado ecdises. Daí as colônias ficarem repletas de “cascas” de larvas. A duração da fase larval é de aproximadamente 90 dias e uma larva pode atingir 3 cm de comprimento e 1 g de peso. 

No final do seu desenvolvimento, sobem para a superfície do substrato e iniciam a fase de transformação, quando são chamadas de pupas ou crisálidas. As pupas não se alimentam e movimentam-se apenas por contorções dorso-ventrais quando estimuladas pelo toque.

Permanecem nesse estagio por 15 dias, quando viram besouro.

Criação em cativeiro

A maior preocupação em sua manutenção está relacionada ao desenvolvimento de fungos e a conseqüente produção de micotoxinas. Os segredos são ambiente seco, ventilado, alimentação de qualidade, inclusão de adsorventes de micotoxinas no substrato e constante renovação das colônias.

Também é importante protegermos as colônias contra a invasão por outros insetos, principalmente por formigas que dizimam completamente as culturas . A proteção conta o ataque de formigas é obtida pela unção do pés das prateleiras com graxa, que impede a sua subida.

A alimentação

Os farelados de cereais se constituem na base da formação do substrato, que será consumido pelas larvas. O farelo de trigo é o mais empregado, mas apresenta o inconveniente de comumente vir contaminado com ovos de outros insetos, como os de pequenas mariposas e os de carunchos. 

Para empregá-lo sem problemas, deve ser colocado por dois minutos em um forno de microondas, para assepsia. Uma preocupação importante é a granulometria do farelado. Deve ser do tipo flocos e nunca do tipo pó, para permitir uma aeração do substrato, facilitando a respiração das larvas. 

Embora não seja a opção mais econômica, adotamos o Neston da Nestlé como o substrato das nossas caixas de recria. Adicionamos ainda 20% de proteína de soja texturizada.

Nas caixas destinadas a desova empregamos Mucilon de milho e de arroz, com granulometria mais fina, que facilita a separação das larvas que irão para as caixas de recria. 

Muitas outras soluções são adotadas para a formação do substrato. Há quem adicione premix mineral. Contra-indicamos, no entanto, alguns componentes que tendem a se degradar mais rapidamente como leite em pó, farinha láctea, ração para cachorros e outras rações empregadas na avicultura de produção. 

Costumamos oferecer como fonte de umidade fatias de batata (uma batata inglesa cortada em 4 partes), que são depositadas sobre uma almofada de bucha, do mesmo tipo empregado para a proteção dos ninhos, para evitar contato com o substrato. 

Esses vegetais devem ser substituídos diariamente. Observamos, no entanto, muitos criadores que não fornecem qualquer fonte de umidade e conseguem manter suas culturas. 

Instalações

Usamos dois tipos de caixas. Ambas de madeira, com as paredes verticais internas revestidas por fórmica, para evitar que sejam escaladas e com tampa parcialmente telada (malha fina – 1 ou 2 mm).

As caixas de recria com 60 cm de comprimento, 30 cm de largura e 20 cm de altura.

As caixas para desova com 30 cm de comprimento, 20 cm de largura e 20 cm de altura.

Nas paredes laterais, em uma faixa de 10 cm (metade superior) efetuamos várias perfurações com uma broca bem fina, para melhorar a ventilação da caixa.

Manejo

Nas caixas de desova são colocadas apenas pupas, não mais de sessenta, removidas das caixas de recria. Nelas tornar-se-ão besouros e farão a postura. De duas a quatro semanas após a da morte do besouros examinamos o substrato e observamos a movimentação das novas larvas, recém eclodidas. Passamos o substrato por uma peneira mais grossa (4 mm) para retirarmos os restos de besouros mortos, cascas de pupas e outros elementos indesejados. 

O substrato volta para mesma caixa depois de peneirado. Quando as larvas novas tiverem atingido um tamanho que permita sua retenção na peneira fina (2 mm), o substrato deve ser peneirado para a retirada e transferência das larvas para as caixas de recria. Deve ser evitada ao máximo a transferência de substrato de uma caixa para outra. 

Dessa forma, sempre renovando totalmente o substrato, a possibilidade de desenvolvimento de fungos e outros organismos indesejados é minimizada. 

O emprego de caixas para desova, reunindo apenas pupas e cascudos, incrementa sobremaneira a produção de larvas. Quando a desova ocorre nas caixas de recria, a maioria dos ovos é comida pelas larvas em desenvolvimento, comprometendo a produtividade da colônia. Essa é a forma que a natureza encontrou para controlar a superpopulação. 

O substrato consumido deve ser manuseado com muito cuidado pois apresenta característica alergênica. Se constitui em excelente adubo para plantas.

Da mesma forma, para as caixas desova deves ser transferidas apenas as pupas, que são coletadas com o auxílio de uma pinça.

As dimensões e quantidades de caixas devem ser adequadas as necessidades de cada criatório.

Um conjunto (caixa de desova + caixa de recria), com as dimensões citadas permite a produção de cerca 5.000 larvas. Para que tenhamos larvas em ótimas condições durante todo o tempo, são necessários, no mínimo, dois conjuntos.

Caixas superlotadas levam ao canibalismo. Caixas pouco povoadas desperdiçam substrato.

Consideramos que os principais fatores limitantes da produção de larvas de Tenébrio Molitor e caixas são os seguintes:

-Pouca ventilação nas caixas, especialmente nas que possuem paredes revestidas de fórmica ou são de plástico, colaborando para que a umidade cause a degradação do substrato. 

-Falta de renovação do substrato, facilitando o desenvolvimento de fungos e produção de aflatoxinas. 

-Permissão de desova nas caixas onde existem larvas em desenvolvimento, comprometendo a quantidade de ovos eclodidos. 

   

 Fonte: Gilberto Schickler – Zootecnista 

Prática - 03, parte 2, Observação Microscópica de Microcrustáceo: Artêmia salina

Os Alunos do ensino médio orientados pelos professores José Bezerra e Reinalda Alves, durante a prática observaram a eclosão e formação de larvas (Náuplios) de artêmia salina representante do zooplâncton. O zooplâncton assim como o fitoplâncton, constituem a base da cadeia alimentar nos mares e são importantíssimos para a manutenção dos vários níveis tróficos marinhos.  

POSIÇÃO SISTEMÁTICA 

Segundo Sorgeloos et al. (1986), a Artemia sp. possui a seguinte posição 

sistemática: 

           Reino: Animalia 

                Filo: Arthropoda  

                    Classe: Crustacea  

                         Subclasse: Branchiopoda  

                              Ordem: Anostraca  

                                   Família: Artemiidae  

                                       Gênero: Artemia, Leach 1819 

Artemia sp 

DISTRIBUIÇÃO GEOGRÁFICA 

Segundo Câmara (1996), as populações de artêmia são encontradas 

em todos os continentes exceto na Antártica, podendo habitar salinas, 

lagos salgados interiores e costeiros. No continente americano, a Artemia

sp. ocorre em todo o litoral, em especial na costa do Peru (Vinatea, 

1994). 

Contudo, Arana (1999) constata que 90 % dos cistos que se 

encontram disponíveis no mercado internacional são oriundos do “Great 

Salt Lake” (Utah, EUA) como resultado da atividade do extrativismo. 

No Brasil, a biomassa de artêmia pode ser encontrada em salinas do 

Estado do Rio Grande do Norte, localizadas nos estuários dos municípios 

de Apodi, Mossoró, Piranhas, Assu,  Galinhos, Guamaré e seus entornos 

(Câmara, 2004).

MORFOLOGIA EXTERNA 

Morfologia dos cistos 

De acordo com Van Stappen (1996), a morfologia dos cistos de 

Artemia sp. pode ser descrita da seguinte forma: 

A casca dos cistos é formada  por 03 estruturas: o córion, a 

membrana cuticular externa e a membrana cuticular embrionária. O 

córion é uma capa dura formada por lipoproteínas e tem como função 

principal proporcionar proteção adequada aos embriões contra rupturas 

mecânicas e radiação ultravioleta dos  raios solares. As lipoproteínas são 

impregnadas de quitina e hematina (produto da decomposição da 

hemoglobina). A concentração de hematina é o fator que determina a cor 

da casca, variando de marrom pálido a marrom escuro.  

A membrana cuticular externa protege o embrião da penetração de 

moléculas maiores que a molécula de CO2 e tem a função de filtro, 

atuando na permeabilidade.  

A cutícula embrionária é uma capa transparente e altamente 

elástica que se transforma em membrana de eclosão durante o processo 

de incubação. 

Morfologia dos estágios larvais 

Van Stappen (1996) afirma que no primeiro estágio larval, a 

Artemia sp. apresenta  400 a 500 µm de comprimento, tem uma cor 

marrom-laranja (por acumulação de reservas vitelínicas), um olho 

vermelho naupliar na região da cabeça e três pares de apêndices: 

primeiro par de antenas (função sensorial), segundo par de antenas 

(função locomotora e filtradora) e as mandíbulas (função de absorção dos 

alimentos). No estágio I, a larva não se alimenta, pois seu trato digestivo 

ainda não é funcional, permanecendo com a boca e o ânus fechados, 

nutrindo-se apenas da reserva vitelínica. 

Segundo o mesmo autor, no estágio  II, as larvas filtram pequenas 

partículas de 1 a 50 µm de alimentos (bactérias e detritos). Esta filtração 

é realizada pelo segundo par de antenas e a ingestão ocorre no trato 

digestivo funcional. 

A larva cresce e se diferencia  por cerca de 15 mudas. Pares de 

apêndices lobulares aparecem na região torácica, os quais irão se 

diferenciar em toracópodos. A partir do estágio X, importantes mudanças 

morfológicas e funcionais ocorrem. Por exemplo, as antenas perdem a 

função locomotora e se transformam em elementos de diferenciação 

sexual (Van Stappen, 1996).

Morfologia dos indivíduos adultos 

Os adultos de  Artemia sp. apresentam comprimento de ± 1 cm,
corpo alongado, segmentado e dividido em cabeça, tórax e abdome. O
trato digestivo das artêmias é linear e existem onze pares de toracópodos
na região torácica, os quais são responsáveis pela alimentação, respiração
e natação (Van Stappen, 1996).
A cabeça é formada por dois segmentos fusionados, os quais
suportam dois olhos pedunculados,  um olho náuplio, as antênulas e
antenas. Nos indivíduos masculinos, estas antenas se diferenciam em um
órgão (clásper) utilizado no processo copulativo para prender-se às
artêmias fêmeas. Nos indivíduos machos o pênis é situado na parte
posterior da região do abdome (Sorgeloos et al., 1986).
As artêmias fêmeas podem ser facilmente reconhecidas pela
presença da bolsa incubadora (útero externo) situada atrás do 11º par de
toracópodos. Os óvulos se desenvolvem em dois ovários tubulares no
abdome e, quando amadurecem, tornam-se esféricos e migram através
de duas tubas uterinas para o útero (Van Stappen, 1996).
Segundo Vinatea (1994), a artêmia é um crustáceo pelo fato de ser
um mandibulado aquático, é um braquiópode por possuir brânquias nos
toracópodos e é um anostráceo por não possuir carapaça, o que não quer
dizer que não possua exoesqueleto.

REPRODUÇÃO 

Segundo Gomes (1986), as artêmias podem reproduzir 

sexuadamente ou partenogeneticamente. Nesta última, as fêmeas 

sozinhas conseguem gerar descendência sem a presença dos machos.  

Na reprodução sexuada, de acordo com Igarashi (2008), existem 

dois modos reprodutivos: oviparidade  e ovoviviparidade. Na oviparidade 

as fêmeas produzem cistos, liberando-os no ambiente geralmente quando 

as condições ambientais são desfavoráveis, ou seja, quando há baixo teor 

de oxigênio dissolvido, escassez de alimento e alta salinidade. No caso da 

ovoviviparidade, as fêmeas liberam náuplios (primeiro estágio larval) no 

ambiente e ocorre quando as condições ambientais são favoráveis, ou 

seja, quando há salinidade moderada, alto teor de oxigênio dissolvido e 

abundância de alimento. 

As artêmias adultas podem alcançar a maturidade sexual em duas 

semanas, quando a temperatura ambiental supera os 25°C, ou em 01 ou 

02 meses, quando as temperaturas são baixas, sendo que, a cada 04 a 05 

dias podem produzir mais de 100 ou 300 descendentes (Arana, 1999). 

Pesquisadores procuraram identificar complexos de genes ligados à 

determinação das características reprodutivas de  Artemia sp. e 

constataram a existência de fêmeas de linhagens bissexuais e
partenogenéticas reproduzindo por ovoviviparidade na fase inicial e,
posteriormente, por oviparidade. Registraram também que a inversão na
forma de reprodução independe  de fatores ambientais e que o
encistamento está sob controle genético (Câmara, 2004).

CICLO DE VIDA 

Segundo Van Stappen (1996), o ciclo da  Artemia sp. começa 

quando, no seu ambiente natural, em determinadas épocas do ano, as 

artêmias produzem cistos que flutuam na superfície da água e que são 

transportados pela ação do vento e das ondas. Estes cistos são 

metabolicamente inativos (estado de diapausa) e não se desenvolvem 

enquanto forem mantidos secos, podendo permanecer desta forma por 

cinco anos ou mais. Após a imersão em água salgada, os cistos 

bicôncavos hidratam, tornando-se esféricos e retomando seu metabolismo 

interrompido. Depois de aproximadamente 20 h, a membrana externa do 

cisto estoura e o embrião aparece  e, enquanto o embrião é mantido 

debaixo da capa vazia (estágio de sombrinha), o desenvolvimento do 

náuplio é completado. Em um curto intervalo de tempo, a membrana de 

eclosão finalmente é rompida e o náuplio (primeiro estágio larval) nasce. 

O tempo de desenvolvimento de náuplio até a fase adulta é de oito dias 

(Van Stappen, 1996). 

Em contrapartida, Vinatea (1994)  afirma que o ciclo de vida da 

Artemia sp. dura aproximadamente quatorze dias, sendo que, após a fase 

de náuplio, seguem-se as fases de metanáuplio I e II, III e IV, juvenil e 

adulto. 

 Já Igarashi (2008), afirma que o ciclo de vida da Artemia sp. podese distinguir 04 estágios morfológicos de desenvolvimento: náuplio, metanauplio, pré-adulto e adulto. 

FISIOLOGIA 

A Artemia sp. é considerada uma espécie extremamente eurialina, 

tolerando variações de salinidade  entre 3 e 300‰ (Treece, 2000). Van 

Stappen (1996) afirma que as artêmias possuem um eficiente sistema de 

osmorregulação conhecido no reino animal, capacidade de sintetizar 

pigmentos respiratórios de maneira  eficiente, com baixos níveis de 

oxigênio dissolvido em altas salinidades, além de produzirem cistos em 

diapausa quando as condições ambientais comprometem a sobrevivência 

da espécie. Neste tipo de ambiente, as artêmias crescem e se reproduzem 

com um número reduzido de predadores, competidores e parasitas. 

 FILTRAÇÃO

Barlow & Sleigh (1980) afirmam que as larvas de Artemia sp. usam
as antenas e mandíbulas para realizar a filtração, enquanto que os
indivíduos adultos usam a cavidade alimentar e a boca.
Reeve (1963) afirma que as artêmias absorvem bactérias,
microalgas e partículas orgânicas e inorgânicas com tamanho até 50 μm.
A absorção é realizada através de um processo de filtração contínuo. As
artêmias regulam a taxa de alimentação de acordo com a concentração no
meio, mantendo uma taxa de filtração máxima enquanto a taxa de
ingestão aumenta. Em animais idosos, a taxa máxima de ingestão ocorre
em concentrações celulares mais baixas do que em animais jovens.

IMPORTÂNCIA ECONÔMICA

Com o crescimento exponencial da aqüicultura, devido 

principalmente ao aumento da  demanda por alimento e a alta 

lucratividade de alguns setores aquícolas, o consumo mundial de artêmia 

aumentou consideravelmente, ocasionando um aumento no preço do 

insumo que passou de US$ 10/Kg, no início dos anos 50, para 100 US$, 

em 2001 (Freitas, 2002). Para o aquicultor produzir seu cultivo e obter 

retornos financeiros, suas exigências são que as cepas apresentem uma 

boa esfericidade, sem deformidades na casca e manuseadas 

corretamente.

UTILIZAÇÃO DA Artemia sp. 

Alimentação humana

Os pesquisadores, preocupados com o declínio de alimento e a
escassez de proteína para os humanos, afirmam que, em um futuro
próximo as artêmias poderão ser utilizadas em forma de biomassa para
melhorar a dieta dos povos latino-americanos e do terceiro mundo.
 Historicamente surgem evidências que estes crustáceos já
foram parte integrante na alimentação de nativos da Líbia na África e
tribos de índios (Asem, 2008) na Califórnia. Verificou-se também que no
Vietnã as pessoas que cultivam artêmia incorporaram a biomassa deste
crustáceo em sua dieta habitual. Várias receitas orientais utilizando
biomassa de  Artemia como ingrediente tem sido bem recebidas na
Tailândia (Mot, 1984).

Alimentação para organismos aquáticos 

A Artemia é geralmente utilizado para a alimentação dos estágios de 

larva e pós-larva de camarões peneídeos. Náuplios recém-eclodidos são 

oferecidos  no  início  da  fase  de  mísis.  Alguns  autores  recomendam  a 

alimentação de artêmia durante a segunda fase de zoea (Van Stappen, 

1996).

A variabilidade do valor nutricional dos náuplios de  Artemia sp. 

como fonte de alimento para larvas de peixes marinhos tem sido
documentada. A aplicação de HUFA (“Highly Unsaturated Fatty Acid”) na
dieta de  Artemia teve um efeito significativo na larvicultura de peixes
marinhos, resultando no aumento da sobrevida e redução da variabilidade
na produção piscícola (Van Stappen, 1996).

As artêmias adultas vivas e congeladas são utilizadas como alimento 

para espécies de peixes de aquário (Figura 1). Cistos também são 

adquiridos e incubados para alimentação sob a forma de náuplios. Níveis 

de sobrevivência, vigor e pigmentação foram relatadas significativamente 

em várias espécies de peixes tropicais quando os níveis de HUFA 

aumentaram (Van Stappen, 1996). Tais organismos, por serem fornecidos 

vivos e agüentarem cerca de 24 horas com vida dentro do aquário, 

reduzem o risco de poluição da água e estimulam o lado predador dos 

peixes, que perseguem e caçam os seus alimentos. 

Observam-se também grandes variações no rendimento (taxa de
eclosão) dos náuplios em cistos obtidos em diferentes produtores.
Algumas linhagens deste crustáceo nos garantem melhor crescimento e
rendimento às larvas de camarões  e peixes. Talvez a falta de ácidos
graxos de cadeia longa ou até mesmo as condições ambientais do local e
época de produção dos cistos. A Figura 2 mostra um meio de cultivo
propício para o desenvolvimento de Artemia sp.

AQUICULTURA 

Através de técnicas de aqüicultura é possível produzir cistos e
biomassa de Artemia sp. sob condições controladas.
Existe o cultivo extensivo – principalmente em salinas com uma
segunda fonte de renda cuja densidade fica em torno de 100
artêmias/litro. Neste sistema as microalgas são a principal fonte de
alimento e a adubação da água pode ser feita com fertilizantes orgânicos
ou minerais.

O cultivo intensivo pode ser através do sistema “batch” ou circuito 

fechado (sem renovação de água) e o sistema “flow-through” ou circuito 

aberto (com renovação de água). 

Nestes sistemas a alimentação pode ser
natural (microalgas cultivadas) ou  inerte (farinhas de subprodutos
agrícolas). A densidade praticada pode ser em torno de 10.000
artêmias/litro.

As principais vantagens da produção controlada de Artemia sp. em
tanques ou "raceways" é que podem  ser realizadas a densidades muito
altas (milhares de artêmias por litro, em comparação a algumas centenas
de indivíduos por litro no sistema extensivo), independentemente das
condições meteorológicas locais (estações seca ou chuvosa) ou da
disponibilidade "in situ" da água do  mar natural, pois utilizam água do
mar artificial em sistemas de recirculação (Sorgeloos et al., 1986).

CONCLUSÃO

De acordo com o presente trabalho, pode-se concluir que: 

A  Artemia sp. é um organismo de fundamental importância na
biologia, por apresentar características peculiares que facilitam o seu
estudo e a sua identificação, além de ser uma possível fonte de alimento
para o homem no futuro.
A importância desse estudo não se restringe apenas ao
conhecimento da biologia e utilização da Artemia  sp., mas possui o seu
lado prático e fundamental de promover pesquisas no Brasil com a
finalidade de obter maior conhecimento sobre esse organismo na
comunidade acadêmica e para o produtor rural.

REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS 

• ARANA, L. V.  Manual de producción de Artemia (Quistes y 

Biomassa) en Módulos de Cultivo. Universidad Autónoma 

Metropolitana, México, 1999. 47 p. 

• ASEM, A. Historical record on brine shrimp Artemia more than one 

thousand years ago from Urmia Lake, Iran.  Journal of Biological 

Research. Thessaloniki 9: 113 – 114, 2008. 

• BARLOW, D. I.; SLEIGH, M. A. The propulsion and use of water 

currents for swimming and feeding in larval and adult Artemia. In: 

PERSOONE, G.; SORGELOOS, P.; ROELS, O.; JASPERS, E. (Eds). 

The brine shrimp Artemia. Morphology, Genetics, Radiobiology, 

Toxicology. Wetteren, Belgium: Universa Press, v.1, 1980. p. 61-73. 

• CÂMARA, M. R. Artemia  no  Brasil:  em  busca  de  um  modelo  autosustentável de produção. Panorama da aqüicultura, Rio de Janeiro, 

v.10, n.62, p.16-19, 1996. 

• CÂMARA, M. R. Cistos de Artemia: oscilações globais de produção, 

mistérios científicos e  desafios tecnológicos.  Panorama da 

aqüicultura, Rio de Janeiro, v.14, n. 83, p.24-29, 2004. 

• FREITAS, P. D. Fazenda experimental de artêmia aponta potencial 

das salinas brasileiras. Univerciência, p.34-39, jan./abr. 2002. 

• GOMES, L. A . de O. Cultivo de crustáceos e moluscos. São Paulo: 

Nobel, 1986. 226 p. 

• IGARASHI, M. A. Potencial econômico das Artêmias produzidas em 

regiões salineiras do Rio Grande do Norte. PUBVET, Londrina, v.2, 

n.31, Art. 386, 2008. 

• KLEIN, V. L. M. Análise do valor protéico de  Artemia sp. adulta 

(CRUSTACEA, BRANCHIOPODA, ANOSTRACA), alimentada com 

diferentes tipos de ração.  Ciência Agronômica, Fortaleza, v.24, 

n1/2, p.48-51, 1993. 

• MOT, R.  Artemia: The super protein food (in Thai).  Housewife 

Magazine, 8(144): 98–102, 1984. 

• REEVE, M. R. 1963. The filter-feeding of Artemia. II. In suspension 

of various particles. J. exp. Biol., 40(1): 207–214. 

• SORGELOOS, P.; LAVENS, P.;  LEGER, P.; TACKAERT, W.; 

VERSICHELE, D.  Manual para el cultivo y uso de artemia en 

acuicultura. Project reports, n.10, 1986. 312p. 

• TREECE, G. D.  Artemia Production for Marine Larval Fish Culture. 

SRAC: Southern Regional Aquaculture Center, Publication n. 702, 

2000. 

• VAN STAPPEN, G. Introduction, biology and ecology of Artemia. In: 

LAVENS, P.; SORGELOOS, P. (Eds). Manual on the Production and 

Use of Live Food for Aquaculture. FAO Fisheries Technical Paper, 

1996. 295p. 

• VINATEA, J. E.  Artemia: um ser vivo excepcional.  Panorama da 

aqüicultura. Rio de Janeiro, v.4, n.25, p.8-9, 1994

Fonte (Texto): Considerações sobre biologia e utilização de Artemia sp. (CRUSTACEA: BRANCHIOPODA: ANOSTRACA)

http://www.veterinaria.org/revistas/redvet/n121211/1211104.pdf 

REDVET: 2011, Vol. 12 Nº 12 

Recibido 26.01.2011 /  Ref. prov. FEB1110_REDVET / Revisado 24.06.2011 

Aceptado 27.10.2011 / Ref. def. 121104_REDVET / Publicado: 01.11.2011 

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